雖然早期預防及支持**有顯著的療效，但其發病率和病死率仍居高不下。細胞**是目前**AKI具有良好前景的策略，旨在促進損傷腎小管上皮細胞修復。其中間充質干細胞( MSC)因其具有干細胞多向分化潛能及易獲取、易擴增、低**源性等特點，是*有希望、能方便用于AKI臨床**的干細胞。

然而，MSC移植的低遷移率和低生存率等因素限制其功能的進一步發揮。為克服上述缺點，采用多種方法對MSC進行體外修飾或處理以期提高移植療效，其中包括基因修飾、體外**預適應、體外低氧預處理等。本文就近年來MSC體外修飾方法及在AKI**中的研究進展作一綜述。

一、間充質干細胞的主要特性

1968年，Friedenstein等*先對MSC的特性進行描述，認為該種細胞有黏附性、表型呈成纖維細胞樣并具有多向分化潛能。1999年，Pittenger等**從骨髓中分離MSC (BMSC)。隨后，陸續有文獻報道，MSC還能從其他多種中分離，比如脂肪、臍血、胎盤、羊水、皮膚等。

近年來，學術界對MSC的研究日益增加。為了使MSC的研究更標準、更統一化，從而使研究結果更加具有可比性，2006年，細胞**協會(ISCT)制定了指南來定義MSC的基本特性：(1)塑料黏附性，即在標準培養條件下，細胞貼壁生長；(2)細胞表面表達CD73、CD90.CD105，而不表達CD45、CD34、CD14、CDllb、CD79a、CD19、HLAII類；(3)具有多向分化潛能，即在體外可以誘導分化為成骨細胞、脂肪細胞和軟骨母細胞。但是這份指南主要用于規范人類來源的MSC。動物體內分離的MSC，其黏附性和分化潛能基本上與人類保持一致，但有關抗原的表達有待進一步的確認。

*常用于獲取MSC的來源是骨髓，即BMSC。盡管骨髓中BMSC占的比例較少(占骨髓有核細胞的0.OOl%-0.01%)，但其易分離、體外擴增迅速。BMSC細胞表面不表達或低表達MHC I類和MHCⅡ類分子，具有低**源性，體內輸注能避開同種異體T細胞的攻擊；另一方面可以細胞**或者先天**途徑，發揮**抑制。

此外，雖然目前對于調節BMSC分化的機制尚不明確，但大量研究明，BMSC的分化潛能遠遠超過ISCT指南中描述的，即除了能分化為中胚層來源的成骨細胞、脂肪細胞、軟骨母細胞外，在特定的環境中，還能分化成外胚層起源的神經元細胞、內胚層起源的肝細胞，和心肌細胞等。上述特性使得BMSC成為*有希望、能方便用于臨床的干細胞之一。

二、MSC移植**AKI的機制

動物實驗發現，輸注MSC能有效減輕AKI的腎臟損傷，促進腎臟修復。但對于MSC移植的腎臟保護機制目前仍有爭議。雖然部分研究認為輸注的MSC分化為腎小管上皮細胞而促進腎損傷修復、改善腎臟功能，但多數學者認為，輸注的MSC遷移歸巢至受損腎臟后，分泌促有絲分裂、促血管生成、抗凋亡、**性反應等相關細胞因子而發揮腎臟保護。

1．外源性MSC歸巢至損傷腎臟：

輸注的MSC歸巢到損傷腎臟是細胞**的首要步驟。腎小管缺血缺氧損傷是AKI的主要病因。腎臟缺血后，機體釋放一系列炎性因子、趨化因子和生長因子，從而引發復雜的急性炎性反應事件。

體外研究發現MSC能對炎性反應信號釋放適應性**應答，從而啟動MSC遷移過程。MSC膜表面表達一系列黏附分子和整合素，如CXCR4、c-Met、VCAM-1、VLA-4、ICAM-1、ICAM-3等，它們幫助MSC黏附并內皮從而到達壞死腎小管區域。

其中MSC細胞表面表達的CXCR4、c-Met可以和受損腎小管上皮細胞表達的SDF-1、HGF等生物因子形成受體-配體關系，促進MSC遷移至受損腎臟部位。即SDF-1-CXCR4和HGF-c - Met軸是MSC黏附歸巢*重要的信號，可促使MSC招募至損傷區域，促進**。

2．旁分泌：

移植的MSC可以釋放一系列具有細胞保護的細胞因子和生長因子，后者抗凋亡、促進血管生成和促有絲分裂等機制保護損傷。下述分子為MSC釋放的*常見的細胞因子和生長因子：血管內皮生長因子(VEGF)、p成纖維細胞生長因子(3-FCF)、胰島素樣生長因子(IGF-1)、基質源因子1(SDF-1)、轉化生長因子p(TGF-(3)、白細胞介素6（IL-6）、肝細胞生長因子(HGF)、血管生成素I(Ang I)、血小板起源的生長因子(PDGF)、單核細胞-巨噬細胞集落刺激因子(M-CSF)和粒細胞集落刺激因子( GCSF)。

目前多數研究認為，在AKI腎小管修復過程中，移植的MSC在部炎性細胞和因子的刺激下，分泌上述細胞因子。這些細胞因子旁分泌的方式抑制部炎性反應，修復受損腎臟。特別是在AKI病程的早期，此時MSC尚不可能分化為腎小管上皮細胞，旁分泌功能被認為是其早期腎臟保護的主要機制。

3．分化或刺激腎臟原位MSC分化為腎小管上皮細胞：

有研究發現，腎小管損傷后的體外條件培養基可誘導MSC表達腎小管上皮細胞表型，提示MSC具有向腎小管上皮細胞分化的潛能。這些損傷的腎小管會釋放一系列可溶性損傷因子，包括多種生長因子、細胞因子、趨化因子和白細胞介素等，誘導MSC分化為腎小管上皮細抱。

體內研究顯示，輸注外源性MSC至大鼠AKJ模型，2周后發現MSC輸注組的腎功能改善較對照組明顯；同時植入的MSC表達水通道蛋白1(AQPl)、儀平滑肌肌動蛋白（α-SMA）、CK-18等腎小管上皮細胞特異性，認勾移植的MSC分化為腎小管上皮細胞，參與AKI的腎臟修復過程。但是，MSC體內分化為腎小管細胞僅占增生腎小管上皮細胞的少部分，MSC輸注后第8天，分化ISC數量約占輸注總MSC數量的0.1%或者更少。

多項研究表明，MSC輸注到AKI模型后，有利出現的時間早，大約在移植術后24 h，尚不足以提供足夠的時間讓MSC分化為腎小管上皮細胞。至少在受損腎臟修復的前期過程中，“MSC分化為腎小管上皮細胞”還不足以解釋AKI后細胞輸注對腎臟的修復機制。

此外，有研究發現腎臟腎小球和近端腎小管有腎臟：細胞定植，該細胞表達CD133、PAX-2、nestin等。輸注的外源性MSC分泌的HGF和IGF-1等腎臟保護因子，能促進腎臟干細胞向腎小管上皮細胞分化，促進腎臟內源性的自我修復。

三、體外修飾MSC可激發間充質干細胞的**潛能

雖然目前多數研究支持MSC移植可以**AKI，但仍存在一些問題：(1)輸注MSC只有少量細胞歸巢到缺血腎，大部分嵌頓在心、肺、脾等其他器官；(2)缺血腎臟的部低氧和炎性反應，降低了遷移至此的MSC的存活率；(3)移植MSC歸巢后異常分化為脂肪細胞。上述問題大大降低了MSC對AKI的保護，進而限制其進一步的臨床應用。

近年來，一些學者嘗試對MSC進行體外預處理后再移植，以期解決上述難題。這些預處理方法包括基因修飾、低氧預處理和**預處理等，并初步成效，分述如下。

1. 體外基因修飾策略：

MSC具有低**源性且能趨化、遷移至受損器官參與修復，因此被視為理想的基因轉染介質。激肽釋放酶能保護器官對抗氧化應激的損傷。

Hagiwara等叫將人激肽釋放酶基因轉染至MSC(TK-MSC)，體外實驗發現，TK-MSC能分泌重組人激肽釋放酶，且培養基中釋放的血管內皮生長因子(VECF)較普通MSC高，氧化應激引起的細胞凋亡數也明顯降低；將TK-MSC左頸動脈輸入動物模型后發現，移植后6 h。TK -MSC組腎小管凋亡、誘導型氮氧化物合酶(iNOS)及NO表達均減少；移植后48 h，間質炎性細胞浸潤減少，髓過氧化酶活性降低，腫瘤壞死因子(TNF)儀、單核細胞趨化蛋白1（MCP-1）、胞間細胞黏附分子1(ICAM-1)的表達下調，由此實激肽釋放酶和激肽能抑制H202誘導的細胞凋亡、增加Akt磷酸化和體外培養的腎小管細胞的活性。在機體AKI微環境中，紅細胞生成素(EPO)能促進MSC的存活、增生和分化。

Eliopoulos等在體外用EPO基因轉染至MSC (EPO-MSC)，再將EPO-MSC腹腔注射的方式輸入AKI小鼠模型后發現，Epo -MSC在小鼠AKI模型體內的生存率較普通MSC高；Epo-MSC組腎內EPO表達上調，血尿素氮和肌酐水平也下降。分泌VEGF是MSC發揮腎臟保護方面的重要因素。

Yuan等將VEGF基因轉染至MSC (VEGF-MSC)，并與損傷的腎小管上皮細胞TCMK-1共培養，TCMK-1在損傷后第3天，細胞活力下降；與MSC共培養時，VEGF-MSC對細胞的保護較單純MSC明顯；將VEGF-MSC尾靜脈輸入AKI小鼠模型后發現，VEGF-MSC的腎臟保護優于單純MSC，主要體現在腎功能、小管結構、細胞生存率的改善。肝細胞生長因子(HGF)是一種**調節因子，能促進血管生成，減少損傷釋放的炎性細胞因子。

Chen等將HGF體外轉染至MSC (HGF-MSC)，后將細胞左頸動脈輸入大鼠AKI模型后發現，損傷后72 h,HGF-MSC組肌酐和尿素氮下降至基線的速度較MSC組迅速，腎臟充血和腎小管管型的程度較輕。上述結果表明，適當的體外基因修飾能提高MSC的**潛能，增加干細胞增生、減少凋亡，減輕腎炎性反應、改善微循環等機制，從而更有效的減輕腎損傷、促進腎修復。

2．體外**預處理策略：

DHA在炎性反應環境中能產生有效的**脂質介質，比如14S，21R- diHDHA。Tian等在MSC培養基中加入250 nmol/L的14S, 21R -diHDHA，孵育12 h后，將細胞輸注入小鼠AKI模型體內，結果發現，預處理組能更有效地減少腎臟結構的改變，降低血肌酐上升的水平，抑制腎小管細胞的凋亡和炎性細胞浸潤；在體外試驗中，14S，21R-diHDHA預處理能刺激MSC分泌更多的HGF、IGF-1等腎臟保護因子，并磷酸肌醇3-激酶-Akt信號通路提高MSC的活力。

同時，上述體外實驗結果在人MSC中亦得到實。褪黑素能降低氧化應激損傷從而減少損傷，并刺激骨髓系統分泌細胞因子。Mias等在MSC培養基中加入5pcmoVL褪黑素，孵育24 h后清洗、消化細胞，并直接注入大鼠AKI模型的腎皮質，結果發現，與單純MSC組比較，褪黑素預處理組MSC的存活率提高，受累腎臟的血管生成增加、腎小管細胞增生及腎功能改善明顯；體外實驗進一步發現，褪黑素能誘導超氧化劑物歧化酶-1的過度表達，從而增加MSC的抗凋亡能力；同時，褪黑素預處理的MSC高表達FGF和HCF，從而增加其在體存活率、旁分泌活性和效能。

透明質烷。丁酸(HB)是一種合成復合物，體外能誘導后腎分化，****樣結構形成，分泌血管生成因子。La Manna等口71用l g/L HB體外預處理MSC(HB-MSC)后將其輸人大鼠AKI模型體內，發現HB-MSC組的腎臟炎性反應程度略較MSC組低，推測HB預處理能增強MSC的修復誘導能力。

3．體外低氧預適應策略：

正常情況下，骨髓處于低氧狀態，氧含量為1%~ 7%。目前大部分實驗涉及的MSC是在常氧培養箱中擴增得到。事實上，一旦在體外常氧條件下培養時間超過24 h，能定向歸巢的MSC數量就明顯減少；進一步發現，隨著體外細胞傳代次數的增加，MSC細胞表面表達的包括CXCR4在內的黏附分子數目逐漸減少，對趨化因子的反應能力進行性下降。因此常規的體外培養過程將限制MSC向臟器缺血部位歸巢。

于是Hung等假設體外低氧培養能提高MSC的在體歸巢和遷移能力，他將MSC置于氧含量為1%的環境中短期培養，發現能有效提高MSC表面的趨化因子受體CXCR1和CXCR4的表達，同時增強MSC對趨化因子CX3和SDF-la的遷移能力，即體外低氧預適應能提高MSC的遷移能力。Liu等對上述實驗進行了深入研究，發現在缺血腎臟中，SDF - lα表達上調，該因子與MSC表面表達的CXCR4、CXCR7形成配體。

受體關系，調節MSC向損傷腎臟遷移；低氧培養能促進MSC表面CXCR4和CXCR7的表達；與常氧培養的MSC相比，低氧培養不僅能改善MSC的趨化歸巢和細胞活力，還能刺激促血管生成和促有絲分裂等細胞因子分泌。

其中，CXCR4和CXCR7是低氧預適應發揮旁分泌的重要因子。缺血再灌注發生24 h后，輸注的低氧預處理后的MSC能靶向趨化到缺血腎臟，而常氧培養的MSC則不明顯。若封閉CXCR4或CXCR7則削弱低氧預處理MSC引起的改善的**潛能。該研究實了低氧預適應SDF -1 - CXCR4/CXCR7途徑調節MSC趨化歸巢，提高細胞活力，促進其旁分泌，加速有絲分裂，減少細胞凋亡，從而改善腎功能。

我們的研究也發現，化學低氧預處理（200 μl/L CoCl2培養24 h）可以增強MSC的體外遷移能力，該與低氧預處理活化HIF - lα后促進CXCR4的轉錄增加有關；體內實驗發現，低氧預處理可以增加MSC向受損腎臟內定植的數量和延長在腎臟內定植的時間，從而更有效減輕大鼠腎臟缺血再灌注損傷。由于低氧預處理不需使用額外的生長因子、病毒或其它非臨床用的**，因此是一種有前景的干細胞移植策略。

四、結論

雖然許多研究實MSC可促進AKI腎臟修復，但是輸注MSC歸巢率低、生存率低等原因，降低了MSC對AKI的保護。本文歸納的體外調控MSC的策略，主要促進MSC歸巢、增強歸巢細胞的旁分泌和***，改善MSC生存微環境，提高其體內生存率，從而增強MSC對損傷腎臟的修復。

但MSC**AKI的研究仍存在一些問題需要進一步確認：(1)MSC促進損傷腎臟修復的具體旁分泌機制及相應信號通路；(2)外源植入的MSC是否分化為腎小管上皮細胞，若存在分化，分化的MSC以何種機制參與損傷修復；(3)若存在腎臟干細胞，外源性MSC與腎臟干細胞如何相互。隨著上述問題的解決，相信人們能更深刻地理解MSC對AKI的機制，為后期的臨床試驗奠定良好的基石。